Введение в курс патологической физиологии. Техника безопасности при работе с животными. Подготовка животных к эксперименту и способы введения лекарственных веществ

Цель занятия. Дать общее представление о патологической физиологии, ее значении в подготовке ветеринарного врача. Научить основным принципам подготовки подопытных животных к эксперименту, элементам ведения опыта и обработке полученных данных.

Задание 1. Отработать методику введения различных препаратов подопытным животным.

Оснащение: шприцы с иглами; клетки для кроликов; станки для собак; клетки для крыс; клетки для мышей; изогнутые ножницы; зонды пищеводные для кролика; сосуд Дьюара на 200 мл; 0,65%-ный раствор натрия хлорида (300 мл); 0,9%-ный раствор натрия хлорида (500 мл); 70%-ный раствор этилового спирта (100 мл); подопытные животные: лягушки, крысы, мыши, кролики, куры, собаки.

Постановка опыта: Лягушке подкожно инъецируют жидкость в спинной лимфатический мешок. Для этого лягушку до головы обматывают марлевой салфеткой, берут ее в левую руку, в правой держат шприц, и, вкалывая иглу под кожу головы лягушки в каудальном направлении, вводят 0,5 мл изотонического раствора натрия хлорида.

Кролику для моделирования патологических процессов инъецируют различные растворы в краевую вену уха. Выстригают шерсть с наружной поверхности уха над кровеносным сосудом. Ваткой, смоченной 70%-ным раствором этилового спирта, протирают кожу. Находят вену и прижимают ее двумя пальцами ниже места инъекции. Вена набухает, увеличивается в размере, становится рельефной, хорошо заметной. Шприц с 1 мл физиологического раствора держат в правой руке (рис. 1), предварительно удалив все пузырьки воздуха. Короткую тонкую иголку держат срезом вверх, наклоняют к поверхности кожи и отрывистым движением прокалывают ее рядом с веной. Ставят иглу полого и, пользуясь подвижностью кожи, направляют ее острие в сосуд, осторожно прокалывая его переднюю стенку (не прокалывая задней). Если игла попала в крупную вену, то при слабом оттягивании поршня в содержимое шприца вливается струйка крови. Прекращают сжимать вену и, медленно продвигая поршень шприца, вводят раствор в сосуд.

Рис.1. Инъекция в краевую вену уха кролика

Подкожно препараты инъецируют мышам в области спины, кроликам в область лопатки, внутримышечно – в мышцы бедра.

Для принудительного введения жидкости в желудок кролику поступают следующим образом (рис. 2). Из мягкой резины вырезают зевник такого размера, чтобы он мог поместиться между коренными зубами. В центре его делают отверстие, к концам прикрепляют тесемки (2). Зевник вставляют в рот, тесемки завязывают за ушами. Зевник можно также изготовить из деревянной катушки для ниток. В отверстие зевника вводят резиновый зонд (1), слегка смазанный вазелином. Для заливки животному определенного количества жидкости заданной температуры используют сосуд Дьюара (4) и резиновые шары от пульверизатора. В горло сосуда вставляют пробку, через которую проходят две стеклянные трубки. Одна соединена с зондом через переходный кран (3), а другая с резиновыми шарами (5). Наряду с сосудом Дьюара, в зависимости от объема вливаемой жидкости можно использовать шприц Жене или обычный шприц, наконечник которого соединяют с зондом.

Рис.2. Схема введения жидкости кролику через пищеводный зонд:

1 – резиновый пищеводный зонд; 2 – резиновый зевник; 3 — переходный кран; 4 – сосуд Дьюара; 5 – резиновые шары для нагнетания воздуха

В сосуд наливают воду (50 мл), подогретую до температуры 40°С, повышают давление, открывают переходный кран, и жидкость быстро перемещается из резервуара в желудок кролика.

В толстый кишечник препараты вводят ректально. Наконечник спринцовки, смазанный вазелином, вставляют в прямую кишку и вливают 20-30 мл теплой жидкости.

Собаке внутривенные инъекции делают через малую подкожную вену бедра, на ограниченном отрезке, пересекающим сзади и сверху, вперед и вниз латеральную поверхность скакательного сустава. В месте расположения сосуда с кожи состригают волосы, ее поверхность смазывают 5%-ным спиртовым раствором йода, на бедро накладывают резиновый жгут. Если собака небольшая, то центральный конец вены один из студентов прижимает пальцами (рис. 3). Иглу вкалывают в расширенную, набухшую вену по направлению к сердцу, и после снятия жгута, убедившись, что игла находится в просвете сосуда, в него медленно вводят содержимое шприца.

Белым крысам и мышам инъекции различных препаратов в кровь осуществляют через хвостовую вену. Животное помещают в плексигласовую клеточку; для расширения хвост опускают на 2-3 мин в теплую (40°С) воду, высушивают его марлевой салфеткой и обтирают 70%-ным раствором этилового спирта. Придерживая кончик хвоста левой рукой, в правую берут шприц, наполненный физраствором (рис. 4). Тонкой иглой сначала прокалывают кожу на латеральной поверхности хвоста, а затем стенку сосуда. При попадании иглы в просвет вены в шприце появляется кровь, и при движении поршня затем ощущается свободный ток жидкости.

Крысам, мышам и морским свинкам делают также подкожные и внутрибрюшинные инъекции, для чего предварительно удаляют волосы с места укола и протирают его 70%-ным растворам этилового спирта.

Местом для внутривенного введения препаратов у птиц (кур) служит подкрыльцовая вена. Удерживая птицу в руках, на внутренней поверхности крыла находят сосуд и в этом месте выщипывают несколько перьев. Кожу протирают дезинфицирующим раствором. Левой рукой в области локтевого сустава прижимают центральный конец сосуда, а в периферический, проколов кожу, вводят инъекционную иглу по направлению к сердцу. Убедитесь в том, что игла в сосуде, прекращают его сдавливание и, нажимая на поршень, вводят содержимое шприца в вену. Для предупреждения развития гематомы кровеносный сосуд в месте укола прижимают пальцами в течение 2-3 мин.

Рис.4. Инъекция в хвостовую вену крысы

Лошадям, крупному и мелкому рогатому скоту используемые препараты вводят в основном в яремную вену. В верхней части средней трети шеи по ходу яремного желоба выстригают шерсть. Кожу смазывают 5%-ным спиртовым раствором йода. Ниже места инъекции сдавливают вену большим пальцем левой руки (а) или жгутом (б) (рис.5).

Рис.5. Инъекция в яремную вену лошади:

А – пережатие сосуда пальцем; б – пережатие сосуда жгутом

Крупным животным препараты вводят подкожно в те места, где хорошо развита подкожная клетчатка, но мало нервов и крупных кровеносных сосудов: боковая поверхность груди, за лопатками, задняя часть шеи (выше яремного желоба), наружная поверхность бедра. В месте, выбранном для инъекции, выстригают шерсть, кожу смазывают 5%-ным спиртовым раствором йода. В стерильный или одноразовый шприц набирают нужную жидкостью. Оттягивают левой рукой кожную складку и продольно к ее основанию под углом 45° вкалывают иглу, инъецируют содержимое шприца. Место укола вновь смазывают раствором йода.

Свиньям растворы препаратов вводят в кровь через большую ушную вену. Перед инъекцией кожу уха протирают влажной салфеткой или ватой, затем 70%-ным раствором этилового спирта. Основание уха сдавливают резиновым жгутиком или прижимают вену пальцами. Иглу вкалывают по направлению к голове (рис. 6).

Подкожные инъекции делают в области основания ушной раковины, внутримышечные – в области наружной поверхности бедра.

Наркотизирование и фиксация подопытных животных

Оснащение: шприцы с иглами, препаровальные иглы, операционные столики для лабораторных животных, пробковые дощечки, булавки, 20%-ный раствор уретана (30 мл), 70%-ный раствор этилового спирта (100 мл), подопытные животные лягушки, крысы, кролики.

Постановка опыта. Подавляющее число оперативных вмешательств, связанных с подготовкой, а частично и с проведением патофизиологических экспериментов, осуществляют на наркотизированных животных. Кроме инъецируемых наркотических средств нередко применяют ингаляционные (вдыхаемые) наркотики; в этих случаях наиболее часто употребляют эфир.

Кошек, крыс, мышей помещают в закрытые емкости: ящик (кошек), стеклянный колпак или большую воронку (рис.7), для морских свинок, крыс и мышей, куда кладут вату, смоченную эфиром для наркоза.

Рис.7. Наркотизирование мыши эфиром

Для собак и кроликов готовят ингаляционные маски. О глубине наркоза судят по поведению животных.

Для наркоза лягушек чаще используют 10%-ный раствор этилового спирта. Этих животных можно затем обездвижить, разрушая, головной (спинальная лягушка) или спинной мозг. Лягушку плотно заворачивают в марлевую салфетку, двумя пальцами левой руки (мизинцем и безымянным) слегка прижимают вытянутые задние лапки, но сильно не сдавливают. Затем средним и большим пальцами подпирают голову лягушки с боков, а указательным слегка наклоняют ее вниз (рис. 8, а). При правильном положении пальцев хорошо обозначается субокципитальное отверстие между затылочной костью и первым позвонком.

Не отпуская пальцев левой руки, через отверстие в череп вводят препаровальную иглу и, поворачивая ее в разные стороны, разрушают головной мозг (рис. 8, б). Для разрушения спинного мозга иглу поворачивают на 180 и вводят в позвоночный канал. К опытам приступают спустя 10-15 мин.

Рис.8. Фиксация лягушки (а) и разрушение головного мозга (б)

Лягушек наркотизируют одним из следующих способов:

Погружением на 5-8 мин в 10%-ный раствор этилового спирта;

Ингаляцией паров эфира под стеклянной воронкой;

Инъекцией в спинной лимфатический мешок одного из растворов: 5%-ного раствора хлоралгидрата (1,5-2 мл), 1%-ного раствора гексенала (0,5 мл), 10% — ного раствора уретана (1-1,5 мл), 25%-ного раствора этанола (2 мл).

Во время патофизиологических экспериментов нередко нужно ограничить двигательную способность животных. Фиксируют животных, находящихся под наркозом, а также бодрствующих.

Лягушек для визуального наблюдения помещают под стеклянную воронку или колпак. Наркотизированную или спинальную лягушку укрепляют на пробковой (пенопластовой) дощечке, прикалывая конечности булавками (рис. 9).

Морских свинок, мышей и крыс наблюдают в террариумах, под стеклянными колпаками или воронками. Для более жесткой иммобилизации используют клеточки из плексигласа с дырчатыми стенками. Наркотизированных мелких лабораторных животных фиксируют на специальном операционном столике (рис.10). Выдвижное (1) и шарнирное (2) устройства позволяют менять высоту и угол наклона доски стола. Четыре движущихся в пазах зажима (3) служат для привязывания конечностей с помощью марлевых тесемок. Набор держателей (4) обеспечивает фиксацию головы подопытного животного.

Рис.9. Размещение наркотизированной лягушки под объективом микроскопа

Рис.10. Операционный столик для мелких лабораторных животных:

1 – выдвижное устройство; 2 – шарнир; 3 – зажимы в пазах; 4 – держатель для головы

Более крупных лабораторных животных (кроликов и кошек) в состоянии наркоза фиксируют спиной вниз или вверх на специальных операционных столиках размером 75×17 см (рис. 11). Конечности привязывают марлевыми бинтами; для фиксации головы используют головодержатель.

Рис.11. Фиксация кролика на операционном столе

Кроликов и кошек, находящихся без наркоза, удобно помещать в решетчатые деревянные клетки (рис. 12). Длинна клетки 30 см, высота 18 см, ширина 15 см. В центре передней стенки проделано овальное отверстие, позволяющее вывести голову кролика (кошки) за пределы клетки. Дно имеет несколько продольных вырезов для удаления мочи и фекальных масс, выделяющихся во время опыта, поэтому клетку располагают на эмалированной кювете соответствующего размера. Верхняя треть клетки представляет собой откидывающуюся крышку. Кролика (кошку) сажают в клетку, голову животного выводят наружу через отверстие в передней стенке, клетку закрывают.

Рис.12. Клетка для фиксации кролика

Собакам надевают намордник или накладывают повязку, удерживающую челюсти в сомкнутом состоянии. Середину повязки размещают на гребне носа, а концы крепко завязывают под нижней челюстью. На затылке связывают оставшиеся части тесьмы (бинта) (рис. 13).

Рис.13. Фиксация челюсти собаки

Интактных, ненаркотизированных собак на время опыта в павловский станок, надев лямки на передние и задние лапы.

Собак, находящихся в состоянии наркоза, фиксируют на металлическом или древесном, покрытом белой масляной краской пологом операционном столе с вогнутой крышкой и четырьмя прикрепленными по краям скобами для привязывания лямок. Такой стол можно сделать в любой столярной мастерской. Собаку привязывают к поверхности стола лямками (тесьма, бинт), которыми крепят передние и задние конечности. Голову крепят специальным держателем.

Овцу и свинью на период опыта можно поместить в Павловский станок, но лучше в деревянную или сваренную из металлических полос клетку, соответствующую размерам животного с входной и выходной дверцами.

Наркотизированных овец и свиней для проведения операций или вивисекционных опытов фиксируют таким же образом, как и собак на вышеописанном операционном столе.

Лошадям на время проведения болезнетворных манипуляций (инъекции, взятие крови и пр.) на верхнюю губу накладывают закрутку. Корове и быку сдавливают носовую перегородку большим и указательным пальцами. Для этого студент, стоящий сбоку от головы животного, захватывает рукой ближайший рог и поворачивает голову животного, а другой рукой сдавливает носовую перегородку. При более продолжительных и болезненных процедурах носовую перегородку сдавливают специальными носовыми щипцами.

При необходимости ограничений крупных животных в движениях, например при исследовании дыхания или сердечной деятельности, пользуются станками, в условиях хозяйств – стойлами.

Кур для иммобилизации помещают в решетчатую металлическую клетку (рис. 14). Голова, шея и хвост птицы выведены наружу через овальные отверстия в задней и передней стенках. Фекальные массы поступают в кювету.

Рис.14. Клетка для фиксации кур

Метки: